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La limitación de los hidrogeles fibrosos a capilares estrechos es de gran importancia en los sistemas biológicos y biomédicos.La tensión y la compresión uniaxial de los hidrogeles fibrosos se han estudiado ampliamente, pero su respuesta a la retención biaxial en los capilares sigue sin explorarse.Aquí, demostramos experimental y teóricamente que los geles filamentosos responden cualitativamente de manera diferente a la restricción que los geles de cadena flexible debido a la asimetría en las propiedades mecánicas de los filamentos constituyentes, que son suaves en compresión y rígidos en tensión.Bajo una fuerte retención, el gel fibroso exhibe poco alargamiento y una disminución asintótica en la relación de Poisson biaxial a cero, lo que resulta en una fuerte compactación del gel y una pobre permeación del líquido a través del gel.Estos resultados indican la resistencia de los trombos oclusivos estirados a la lisis por agentes terapéuticos y estimulan el desarrollo de una embolización endovascular eficaz a partir de geles fibrosos para detener el sangrado vascular o inhibir el suministro de sangre a los tumores.
Las redes fibrosas son los componentes básicos estructurales y funcionales de los tejidos y las células vivas.La actina es un componente importante del citoesqueleto1;la fibrina es un elemento clave en la cicatrización de heridas y la formación de trombos2, y el colágeno, la elastina y la fibronectina son componentes de la matriz extracelular en el reino animal3.Las redes recuperadas de biopolímeros fibrosos se han convertido en materiales con amplias aplicaciones en ingeniería de tejidos4.
Las redes filamentosas representan una clase separada de materia biológica blanda con propiedades mecánicas que son diferentes de las redes moleculares flexibles5.Algunas de estas propiedades han evolucionado en el curso de la evolución para controlar la respuesta de la materia biológica a la deformación6.Por ejemplo, las redes fibrosas muestran elasticidad lineal en deformaciones pequeñas7,8 mientras que en deformaciones grandes exhiben una mayor rigidez9,10, manteniendo así la integridad del tejido.Aún no se han descubierto las implicaciones para otras propiedades mecánicas de los geles fibrosos, como el estrés normal negativo en respuesta a la deformación por corte11,12.
Las propiedades mecánicas de los hidrogeles fibrosos semiflexibles se han estudiado bajo tensión uniaxial13,14 y compresión8,15, pero no se ha estudiado su compresión biaxial inducida por la libertad en capilares o tubos estrechos.Aquí informamos resultados experimentales y proponemos teóricamente un mecanismo para el comportamiento de hidrogeles fibrosos bajo retención biaxial en canales de microfluidos.
Se generaron microgeles de fibrina con diversas proporciones de concentraciones de fibrinógeno y trombina y un diámetro D0 que oscilaba entre 150 y 220 µm mediante un enfoque de microfluidos (Figura 1 complementaria).En la fig.1a muestra imágenes de microgeles marcados con fluorocromo obtenidos mediante microscopía de fluorescencia confocal (CFM).Los microgeles son esféricos, tienen una polidispersidad inferior al 5 % y tienen una estructura uniforme en todas las escalas examinadas por CFM (Información complementaria y películas S1 y S2).El tamaño de poro promedio de los microgeles (determinado midiendo la permeabilidad de Darcy16) disminuyó de 2280 a 60 nm, el contenido de fibrina aumentó de 5,25 a 37,9 mg/ml y la concentración de trombina disminuyó de 2,56 a 0,27 unidades/ml, respectivamente.(Información adicional).Arroz.2), 3 y cuadro complementario 1).La rigidez correspondiente del microgel aumenta de 0,85 a 3,6 kPa (Figura complementaria 4).Como ejemplos de geles formados a partir de cadenas flexibles, se utilizan microgeles de agarosa de diversas rigidez.
Imagen de microscopía de fluorescencia de PM marcada con isotiocianato de fluoresceína (FITC) suspendida en TBS.La escala de la barra es de 500 µm.b Imágenes SEM de SM (arriba) y RM (abajo).Barra de escala 500 nm.c Diagrama esquemático de un canal de microfluidos que consta de un canal grande (diámetro dl) y una región estrecha en forma de cono con un ángulo de entrada α de 15° y un diámetro de dc = 65 µm.d De izquierda a derecha: Imágenes de microscopio óptico de RM (diámetro D0) en canales grandes, zona cónica y constricción (longitud limitante del gel Dz).La escala de la barra es de 100 µm.e, f Imágenes TEM de un RM no deformado (e) y un RM ocluido (f), fijados durante una hora con constricción 1/λr = 2,7, seguido de liberación y fijación del 5% de la masa.glutaraldehído en TBS.El diámetro del CO no deformado es de 176 μm.La barra de escala es de 100 nm.
Nos centramos en microgeles de fibrina con una dureza de 0,85, 1,87 y 3,6 kPa (en lo sucesivo, microgeles blandos (SM), microgeles de dureza media (MM) y microgeles duros (RM), respectivamente).Este rango de rigidez del gel de fibrina es del mismo orden de magnitud que el de los coágulos sanguíneos18,19 y, por tanto, los geles de fibrina estudiados en nuestro trabajo están directamente relacionados con sistemas biológicos reales.En la fig.1b muestra las imágenes superior e inferior de las estructuras SM y RM obtenidas utilizando un microscopio electrónico de barrido (SEM), respectivamente.En comparación con las estructuras RM, las redes SM están formadas por fibras más gruesas y menos puntos de ramificación, de acuerdo con informes anteriores 20, 21 (Figura complementaria 5).La diferencia en la estructura del hidrogel se correlaciona con la tendencia de sus propiedades: la permeabilidad del gel disminuye al disminuir el tamaño de los poros de SM a MM y RM (Tabla complementaria 1), y la rigidez del gel se invierte.No se observaron cambios en la estructura del microgel después del almacenamiento a 4 °C durante 30 días (Figura complementaria 6).
En la fig.La figura 1c muestra un diagrama de un canal de microfluidos con una sección transversal circular que contiene (de izquierda a derecha): un canal grande con un diámetro dl en el que el microgel permanece sin deformar, una sección en forma de cono con un estrechamiento en diámetro dc < D0, cono Secciones con forma y canales grandes con un diámetro dl (Figura complementaria 7).En un experimento típico, se inyectaron microgeles en canales de microfluidos con una caída de presión positiva ΔP de 0,2 a 16 kPa (Figura complementaria 8).Este rango de presión corresponde a una presión arterial biológicamente significativa (120 mm Hg = 16 kPa)22.En la fig.1d (de izquierda a derecha) muestra imágenes representativas de RM en grandes canales, áreas cónicas y constricciones.El movimiento y la forma del microgel se registraron y analizaron utilizando el programa MATLAB.Es importante tener en cuenta que en las regiones ahusadas y constricciones, los microgeles están en contacto conforme con las paredes de los microcanales (Figura complementaria 8).El grado de retención radial del microgel en el estrechamiento D0/dc = 1/λr está en el rango 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, donde 1/λr es la relación de compresión.El microgel se contrae cuando ΔP > ΔPtr, donde ΔPtr es la diferencia de presión de translocación.La longitud y el tamaño de los poros de los microgeles constreñidos biaxialmente están determinados por su estado de equilibrio, ya que es muy importante tener en cuenta la viscoelasticidad de los geles en los sistemas biológicos.El tiempo de equilibrio para los microgeles de agarosa y fibrina fue de 10 min y 30 min, respectivamente.Después de estos intervalos de tiempo, los microgeles limitados alcanzaron su posición y forma estables, que se capturaron con una cámara de alta velocidad y se analizaron con MATLAB.
En la fig.1e, 1f muestran imágenes de microscopía electrónica de transmisión (TEM) de estructuras RM no deformadas y limitadas biaxialmente.Después de la compresión RM, el tamaño de los poros del microgel disminuyó significativamente y su forma se volvió anisotrópica con tamaños más pequeños en la dirección de la compresión, lo que concuerda con un informe anterior 23.
La compresión biaxial durante la contracción hace que el microgel se alargue en una dirección ilimitada con un coeficiente λz = \({D}_{{{{{{\rm{z}}}}}}}/\({D }_ { 0}\) , donde \({D}_{{{{({\rm{z}}}}}}}}\) es la longitud del microgel cerrado. La Figura 2a muestra el cambio en λzvs .1/ λr Sorprendentemente, bajo una fuerte compresión de 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, los microgeles de fibrina muestran un alargamiento insignificante de 1,12 +/- 0,03 λz, que sólo se ve ligeramente afectado por el valor de 1/λr. microgeles de agarosa limitados, que se observan incluso con una compresión más débil 1/λr = 2,6 hasta una elongación mayor λz = 1,3.
a Microgel de agarosa experimenta con diferentes módulos elásticos (2,6 kPa, diamante abierto verde; 8,3 kPa, círculo abierto marrón; 12,5 kPa, cuadrado abierto naranja; 20,2 kPa, triángulo invertido abierto magenta) y SM (rojo sólido) Cambio en el alargamiento medido λz ( círculos), MM (cuadrados negros sólidos) y RM (triángulos azules sólidos).Las líneas continuas muestran el λz teóricamente predicho para los microgeles de agarosa (línea verde) y fibrina (líneas y símbolos del mismo color).b, c Panel superior: diagrama esquemático de las cadenas de red de agarosa (b) y fibrina (c) antes (izquierda) y después (derecha) de la compresión biaxial.Abajo: Forma de la red correspondiente antes y después de la deformación.Las direcciones de compresión xey están indicadas por flechas magenta y marrón, respectivamente.En la figura anterior, las cadenas de redes orientadas en estas direcciones xey se muestran con las correspondientes líneas magenta y marrón, y las cadenas orientadas en una dirección z arbitraria se representan con líneas verdes.En el gel de fibrina (c), las líneas violeta y marrón en las direcciones x e y se doblan más que en el estado no deformado, y las líneas verdes en la dirección z se doblan y estiran.La tensión entre las direcciones de compresión y tensión se transmite a través de hilos con direcciones intermedias.En los geles de agarosa, las cadenas en todas direcciones determinan la presión osmótica, lo que contribuye significativamente a la deformación del gel.d Cambio previsto en la relación de Poisson biaxial, } }^{{{{{\rm{eff}}}}}}} =-{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{ z}/{{{{{ {{ \rm{ln}}}}}}{\lambda }_{r}\ ), para la compresión equibiaxial de geles de agarosa (línea verde) y fibrina (línea roja).El recuadro muestra la deformación biaxial del gel.e El cambio de presión de translocación ΔPtr, normalizado a la rigidez del gel S, se representa en función de la relación de compresión para microgeles de agarosa y fibrina.Los colores de los símbolos corresponden a los colores de (a).Las líneas verde y roja representan la relación teórica entre ΔPtr/S y 1/λr para geles de agarosa y fibrina, respectivamente.La parte discontinua de la línea roja muestra el aumento de ΔPtr bajo una fuerte compresión debido a las interacciones entre fibras.
Esta diferencia está asociada con diferentes mecanismos de deformación de las redes de microgel de fibrina y agarosa, que consisten en hilos flexibles24 y rígidos25, respectivamente.La compresión biaxial de geles flexibles conduce a una disminución de su volumen y un aumento asociado de la concentración y la presión osmótica, lo que conduce a un alargamiento del gel en una dirección ilimitada.El alargamiento final del gel depende del equilibrio entre un aumento de la energía libre entrópica de las cadenas estiradas y una disminución de la energía libre de ósmosis debido a la menor concentración de polímero en el gel estirado.Bajo una fuerte compresión biaxial, el alargamiento del gel aumenta con λz ≈ 0,6 \({{\lambda}_{{{\rm{r}}}}^{-2/3}}\) (ver Fig. 2a en sección de discusión 5.3.3).Los cambios conformacionales en las cadenas flexibles y la forma de las redes correspondientes antes y después de la retención biaxial se muestran en las Figs.2b.
Por el contrario, los geles fibrosos como la fibrina responden inherentemente de manera diferente a la retención biaxial.Los filamentos orientados predominantemente paralelos a la dirección de compresión se flexionan (reduciendo así la distancia entre los enlaces cruzados), mientras que los filamentos predominantemente perpendiculares a la dirección de compresión se enderezan y se estiran bajo la acción de la fuerza elástica, lo que hace que el gel se alargue ( Figura 1).2c) Las estructuras de SM, MM y RM no deformados se caracterizaron analizando sus imágenes SEM y CFM (Sección IV de Discusión complementaria y Figura 9 complementaria).Determinando el módulo elástico (E), el diámetro (d), la longitud del perfil (R0), la distancia entre los extremos (L0 ≈ R0) y el ángulo central (ψ0) de las hebras en microgeles de fibrina no deformados (Tabla complementaria 2) - 4), encontramos que el módulo de flexión del hilo \({k}_{{{{{{\rm{b))))))))}=\frac{9\pi E{d}^{4} } {4 {\psi } _{0}^{2}{L}_{0}}\) es significativamente menor que su módulo de tracción\({k}_{{{{{{{\rm{s}}} } }} }}=E\frac{\pi {d}^{2}{R}_{0}}{4}\), por lo que kb/ks ≈ 0,1 (Tabla complementaria 4).Así, en condiciones de retención de gel biaxial, las hebras de fibrina se doblan fácilmente, pero resisten el estiramiento.El alargamiento de una red filamentosa sometida a compresión biaxial se muestra en la Figura complementaria 17.
Desarrollamos un modelo afín teórico (Sección V de discusión complementaria y Figuras 10 a 16 complementarias) en el que el alargamiento de un gel fibroso se determina a partir del equilibrio local de las fuerzas elásticas que actúan en el gel y predice que en una deformación biaxial fuerte λz - 1 bajo la restricción
La ecuación (1) muestra que incluso bajo una fuerte compresión (\({\lambda }_{{{\mbox{r))))\,\to \,0\)) hay una ligera expansión del gel y una posterior deformación por elongación al saturación λz–1 = 0,15 ± 0,05.Este comportamiento está relacionado con (i) \({\left({k}_{{{{({\rm{b}}}}}}}}}/{k}_{{{{{{\rm { s }}}}}}}\right)}^{1/2}\) ≈ 0,15−0,4 y (ii) el término entre corchetes se aproxima asintóticamente a \(1{{\mbox{/}}} \sqrt { 3 }\) para enlaces biaxiales fuertes. Es importante tener en cuenta que el prefactor \({\left({k}_{({\mbox{b))))/{k}_{({\mbox{ s))))\right)}^{1/ 2 }\) no tiene nada que ver con la rigidez del hilo E, sino que está determinada únicamente por la relación de aspecto del hilo d/L0 y el ángulo central del arco. ψ0, que es similar a SM, MM y RM (Tabla complementaria 4).
Para resaltar aún más la diferencia en la tensión inducida por la libertad entre geles flexibles y filamentosos, introducimos la relación de Poisson biaxial \({\nu }_{{{({\rm{b)))))) }{{\ mbox { =}}}\,\mathop{{\lim}}\limits_{{\lambda}_{{{{({\rm{r}}}}}}}\to 1}\ frac{{\ lambda } _{ {{{{\rm{z}}}}}}-1}{1-{\lambda }_{{({\rm{r}}}}}}}}}, \) describe un ilimitado orientación de la deformación del gel en respuesta a una deformación igual en dos direcciones radiales, y extiende esto a deformaciones uniformes grandes \ rm{b }}}}}}}}^{{{{\rm{eff}}}}}}} }}=-{{{{{\rm{ln}}}}}}} }{ \lambda } _{z} /{{{({\rm{ln)))))))}{\lambda }_{{{({\rm{r))))))))}\) .En la fig.2d muestra \({{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{({\rm{b}}}}}}}}^{{{ {{\rm { efectivo }}}}}}}\) para la compresión biaxial uniforme de geles flexibles (como la agarosa) y rígidos (como la fibrina) (Discusión complementaria, Sección 5.3.4), y destaca la relación entre fuertes diferencias en las respuestas al confinamiento. Para geles de agarosa bajo fuertes restricciones {\rm{eff}}}}}}}}\) aumenta al valor asintótico 2/3, y para geles de fibrina disminuye a cero, ya que lnλz/lnλr → 0, ya que λz aumenta con saturación a medida que λr aumenta.Tenga en cuenta que en los experimentos, los microgeles esféricos cerrados se deforman de manera no homogénea y su parte central experimenta una compresión más fuerte;sin embargo, la extrapolación a un valor grande de 1/λr permite comparar el experimento con la teoría para geles uniformemente deformados.
Otra diferencia en el comportamiento de los geles de cadena flexible y los geles filamentosos se encontró debido a su movimiento tras la contracción.La presión de translocación ΔPtr, normalizada a la rigidez del gel S, aumentó al aumentar la compresión (Fig. 2e), pero a 2,0 ≤ 1/λr ≤ 3,5, los microgeles de fibrina mostraron valores significativamente más bajos de ΔPtr/S durante la contracción.La retención del microgel de agarosa conduce a un aumento de la presión osmótica, lo que provoca el estiramiento del gel en dirección longitudinal a medida que se estiran las moléculas de polímero (Fig. 2b, izquierda) y un aumento de la presión de translocación en ΔPtr/S ~( 1/λr)14/317.Por el contrario, la forma de los microgeles de fibrina cerrados está determinada por el equilibrio energético de los hilos de compresión radial y tensión longitudinal, lo que conduce a la deformación longitudinal máxima λz ~\(\sqrt{{k}_{{{ {{ { \rm{ b)))))))} /{k}_{{{{{{{\rm{s}}}}}}}}}\).Para 1/λr ≫ 1, el cambio en la presión de translocación se escala como 1 }{{{({\rm{ln))))))\left({{\lambda }}_{{{{{{\rm {r} }}}}}}}^{{-} 1} \right)\) (Discusión complementaria, Sección 5.4), como lo muestra la línea roja continua en la Fig. 2e.Por tanto, ΔPtr está menos restringido que en los geles de agarosa.Para compresiones con 1 / λr > 3,5, un aumento significativo en la fracción de volumen de los filamentos y la interacción de los filamentos vecinos limita una mayor deformación del gel y conduce a desviaciones de los resultados experimentales de las predicciones (línea de puntos roja en la Fig. 2e).Concluimos que para el mismo 1/λr y Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}}}}}}}_{{{{\rm{fibrina}}} )) } }}}\) < ΔP < Δ\({P}_{{{{{{\rm{tr)))))}}}_{{{{\rm{agarosa}} }} } } } }}\) el gel de agarosa será capturado por el microcanal, y el gel de fibrina con la misma rigidez pasará a través de él.Para ΔP < Δ\({P}_{{{{{{\rm{tr)))))})))_{{{{{\rm{fibrina)))))))))}\ ), Dos Ambos geles bloquearán el canal, pero el gel de fibrina empujará más profundamente y comprimirá de manera más efectiva, bloqueando el flujo de líquido de manera más efectiva.Los resultados mostrados en la Figura 2 demuestran que el gel fibroso puede servir como un tapón eficaz para reducir el sangrado o inhibir el suministro de sangre a los tumores.
Por otro lado, la fibrina forma una estructura de coágulo que conduce al tromboembolismo, una condición patológica en la que un trombo ocluye un vaso en ΔP < ΔPtr, como en algunos tipos de accidente cerebrovascular isquémico (Fig. 3a).El alargamiento más débil inducido por la restricción de los microgeles de fibrina dio como resultado un aumento más fuerte en la concentración de fibrina del fibrinógeno C/C en comparación con los geles de cadena flexible, donde el fibrinógeno C y C son microgeles restringidos y no deformados, respectivamente.Concentración de polímero en el gel.La Figura 3b muestra que la C/C de fibrinógeno en SM, MM y RM aumentó más de siete veces a 1/λr ≈ 4,0, impulsado por la restricción y la deshidratación (Figura complementaria 16).
Ilustración esquemática de la oclusión de la arteria cerebral media en el cerebro.b Aumento relativo mediado por restricción en la concentración de fibrina en SM obstructivo (círculos rojos sólidos), MM (cuadrados negros sólidos) y RM (triángulos azules sólidos).c Diseño experimental utilizado para estudiar la escisión de geles de fibrina restringidos.Se inyectó una solución de tPA marcado con fluorescencia en TBS a un caudal de 5,6 × 107 µm3/s y una caída de presión adicional de 0,7 Pa para los canales ubicados perpendiculares al eje longitudinal del microcanal principal.d Imagen microscópica multicanal agrupada de MM obstructivo (D0 = 200 µm) en Xf = 28 µm, ΔP = 700 Pa y durante la división.Las líneas de puntos verticales muestran las posiciones iniciales de los bordes posterior y anterior del MM en tlys = 0. Los colores verde y rosa corresponden a FITC-dextrano (70 kDa) y tPA marcados con AlexaFluor633, respectivamente.e Volumen relativo variable en el tiempo de RM ocluidos con D0 de 174 µm (triángulo invertido abierto azul), 199 µm (triángulo abierto azul) y 218 µm (triángulo abierto azul), respectivamente, en un microcanal cónico con Xf = 28 ± 1 µm.las secciones tienen ΔP 1200, 1800 y 3000 Pa, respectivamente, y Q = 1860 ± 70 µm3/s.El recuadro muestra RM (D0 = 218 m) conectando el microcanal.f Variación en el tiempo del volumen relativo de SM, MM o RM colocado en Xf = 32 ± 12 µm, en ΔP 400, 750 y 1800 Pa y ΔP 12300 Pa y Q 12300 en la región cónica del microcanal, respectivamente 2400 y 1860 µm3 /s.Xf representa la posición frontal del microgel y determina su distancia desde el inicio de la contracción.V(tlys) y V0 son el volumen temporal del microgel lisado y el volumen del microgel no perturbado, respectivamente.Los colores de los caracteres corresponden a los colores en b.Las flechas negras en e, f corresponden al último momento antes del paso de los microgeles a través del microcanal.La barra de escala en d, e es de 100 µm.
Para investigar el efecto de la restricción en la reducción del flujo de líquido a través de geles de fibrina obstructivos, estudiamos la lisis de SM, MM y RM infiltrados con el agente trombolítico activador del plasminógeno tisular (tPA).La Figura 3c muestra el diseño experimental utilizado para los experimentos de lisis. A ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) y un caudal, Q = 2400 μm3/s, de solución salina tamponada con Tris (TBS) mezclada con 0,1 mg/ml de (isotiocianato de fluoresceína) FITC-Dextran, el microgel ocluyeba el microcanal cónico región. A ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) y un caudal, Q = 2400 μm3/s, de solución salina tamponada con Tris (TBS) mezclada con 0,1 mg/ml de (isotiocianato de fluoresceína) FITC-Dextran, el microgel ocluyeba el microcanal cónico región. Por ΔP = 700 Па (<ΔPtr) y скорости потока, Q = 2400 мкм3/с, трис-буферного солевого раствора (TBS), смешанного с 0,1 мг/мл (fluores цеинизотиоцианата) FITC-декстрана, микрогель перекрывал сужающийся микроканал. A ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) y un caudal, Q = 2400 µm3/s, de solución salina tamponada con Tris (TBS) mezclada con 0,1 mg/ml (isotiocianato de fluoresceína) de FITC-dextrano, el microgel ocluyeba el microcanal convergente.región.ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s 的Tris 缓冲盐水(TBS) 与0.1 mg/mL 的（异硫氰酸荧光素）FITC-葡聚糖混合时，微凝胶堵塞了锥形微通道地区.在ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s了锥形微通道地区. Microgeles desodorizantes con atomizador de tres núcleos (TBS) a 0,1 mg/ml (fluorescencia de fluorescencia) FITC-deskstrana ри ΔP = 700 Па (<ΔPtr) y скорости потока Q = 2400 мкм3/с Конические области микроканалов. Los microgeles se taparon cuando se mezcló solución salina tamponada con Tris (TBS) con 0,1 mg/ml (isotiocianato de fluoresceína) de FITC-dextrano a ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) y caudal Q = 2400 µm3/s Regiones cónicas de microcanales.La posición delantera Xf del microgel determina su distancia desde el punto de contracción inicial X0.Para inducir la lisis, se inyectó una solución de tPA marcado con fluorescencia en TBS desde un canal ubicado ortogonalmente al eje longitudinal del microcanal principal.
Cuando la solución de tPA alcanzó el MM oclusal, el borde posterior del microgel se volvió borroso, lo que indica que la escisión de la fibrina había comenzado en el tiempo tlys = 0 (Fig. 3d y Fig. 18 complementaria).Durante la fibrinólisis, el tPA marcado con tinte se acumula dentro del MM y se une a las hebras de fibrina, lo que conduce a un aumento gradual en la intensidad del color rosa de los microgeles.En tlys = 60 min, el MM se contrae debido a la disolución de su parte trasera, y la posición de su borde de ataque Xf cambia poco.Después de 160 min, el MM fuertemente contraído continuó contrayéndose y, en tlys = 161 min, sufrió una contracción, restableciendo así el flujo de fluido a través del microcanal (Fig. 3d y Fig. complementaria 18, columna derecha).
En la fig.3e muestra la disminución dependiente del tiempo mediada por la lisis en el volumen V (tlys) normalizado al volumen inicial V0 de microgeles de fibrina de diferentes tamaños.Se colocó CO con D0 174, 199 o 218 µm en un microcanal con ΔP 1200, 1800 o 3000 Pa, respectivamente, y Q = 1860 ± 70 µm3/s para bloquear el microcanal (Fig. 3e, recuadro).nutrición.Los microgeles se encogen gradualmente hasta que son lo suficientemente pequeños como para pasar a través de los canales.Una disminución del volumen crítico de CO con un diámetro inicial mayor requiere un tiempo de lisis más prolongado.Debido al flujo similar a través de MR de diferentes tamaños, la escisión se produce a la misma velocidad, lo que resulta en la digestión de fracciones más pequeñas de MR más grandes y su translocación retrasada.En la fig.3f muestra la reducción relativa en V(tlys)/V0 debido a la división para SM, MM y RM en D0 = 197 ± 3 µm representada en función de tlys.Para SM, MM y RM, coloque cada microgel en un microcanal con ΔP 400, 750 o 1800 Pa y Q 12300, 2400 o 1860 m3/s, respectivamente.Aunque la presión aplicada al SM fue 4,5 veces menor que la del RM, el flujo a través del SM fue más de seis veces más fuerte debido a la mayor permeabilidad del SM, y la contracción del microgel disminuyó de SM a MM y RM. .Por ejemplo, en tlys = 78 min, SM se disolvió y desplazó principalmente, mientras que MM y PM continuaron obstruyendo los microcanales, a pesar de retener solo el 16% y el 20% de su volumen original, respectivamente.Estos resultados sugieren la importancia de la lisis mediada por convección de geles fibrosos constreñidos y se correlacionan con informes de una digestión más rápida de coágulos con menor contenido de fibrina.
Así, nuestro trabajo demuestra experimental y teóricamente el mecanismo por el cual los geles filamentosos responden al confinamiento biaxial.El comportamiento de los geles fibrosos en un espacio limitado está determinado por la fuerte asimetría de la energía de deformación de los filamentos (blanda en compresión y dura en tensión) y sólo por la relación de aspecto y la curvatura de los filamentos.Esta reacción da como resultado un alargamiento mínimo de los geles fibrosos contenidos en capilares estrechos, y su relación de Poisson biaxial disminuye al aumentar la compresión y al aplicar menos presión en la broca.
Dado que la contención biaxial de partículas blandas deformables se utiliza en una amplia gama de tecnologías, nuestros resultados estimulan el desarrollo de nuevos materiales fibrosos.En particular, la retención biaxial de geles filamentosos en capilares o tubos estrechos conduce a su fuerte compactación y a una fuerte disminución de la permeabilidad.La fuerte inhibición del flujo de líquido a través de geles fibrosos oclusivos tiene ventajas cuando se utilizan como tapones para prevenir hemorragias o reducir el suministro de sangre a tumores malignos33,34,35.Por otro lado, una disminución en el flujo de líquido a través del gel de fibrina oclusal, inhibiendo así la lisis del trombo mediada por convección, da una indicación de la lisis lenta de los coágulos oclusales [27, 36, 37].Nuestro sistema de modelado es el primer paso hacia la comprensión de las implicaciones de la respuesta mecánica de los hidrogeles de biopolímeros fibrosos a la retención biaxial.La incorporación de células sanguíneas o plaquetas en geles de fibrina obstructivos afectará su comportamiento de restricción 38 y será el siguiente paso para descubrir el comportamiento de sistemas biológicamente significativos más complejos.
Los reactivos utilizados para preparar microgeles de fibrina y fabricar dispositivos MF se describen en Información complementaria (Métodos complementarios, Secciones 2 y 4).Se prepararon microgeles de fibrina emulsionando una solución mixta de fibrinógeno, tampón Tris y trombina en un dispositivo MF de enfoque de flujo, seguido de gelificación en gotas.Se administraron solución de fibrinógeno bovino (60 mg/ml en TBS), tampón Tris y solución de trombina bovina (5 U/ml en solución de CaCl2 10 mM) utilizando dos bombas de jeringa controladas independientemente (PhD 200 Harvard Apparatus PHD 2000 Syring Pump).para bloquear a MF, EE. UU.).Se introdujo en la unidad MF una fase continua de aceite F que contenía 1% en peso de copolímero de bloque PFPE-P(EO-PO)-PFPE utilizando una tercera bomba de jeringa.Las gotas formadas en el dispositivo MF se recogen en un tubo de centrífuga de 15 ml que contiene aceite F.Coloque los tubos en un baño de agua a 37 °C durante 1 h para completar la gelificación de fibrina.Se prepararon microgeles de fibrina marcados con FITC mezclando fibrinógeno bovino y fibrinógeno humano marcado con FITC en una proporción en peso de 33:1, respectivamente.El procedimiento es el mismo que para la preparación de microgeles de fibrina.
Transfiera los microgeles del aceite F a TBS centrifugando la dispersión a 185 g durante 2 min.Los microgeles precipitados se dispersaron en aceite F mezclado con 20% en peso de alcohol perfluorooctílico, luego se dispersaron en hexano que contenía 0,5% en peso de Span 80, hexano, 0,1% en peso de Triton X en agua y TBS.Finalmente, los microgeles se dispersaron en TBS que contenía 0,01% en peso de Tween 20 y se almacenaron a 4 ° C durante aproximadamente 1 a 2 semanas antes de los experimentos.
La fabricación del dispositivo MF se describe en la Información complementaria (Métodos complementarios, Sección 5).En un experimento típico, el valor positivo de ΔP está determinado por la altura relativa de los depósitos conectados antes y después del dispositivo MF para introducir microgeles con un diámetro de 150 < D0 < 270 µm en los microcanales.El tamaño no alterado de los microgeles se determinó visualizándolos en el macrocanal.El microgel se detiene en una zona cónica a la entrada de la constricción.Cuando la punta del microgel anterior permanece sin cambios durante 2 minutos, utilice el programa MATLAB para determinar la posición del microgel a lo largo del eje x.Con un aumento gradual de ΔP, el microgel se mueve a lo largo de la región en forma de cuña hasta entrar en la constricción.Una vez que el microgel está completamente insertado y comprimido, ΔP cae rápidamente a cero, equilibrando el nivel de agua entre los depósitos, y el microgel cerrado permanece estacionario bajo compresión.La longitud del microgel obstructivo se midió 30 minutos después de que cesara la constricción.
Durante los experimentos de fibrinólisis, las soluciones de t-PA y dextrano marcado con FITC penetran en los microgeles bloqueados.El flujo de cada líquido se controló mediante imágenes de fluorescencia de canal único.TAP marcado con AlexaFluor 633 adherido a fibras de fibrina y acumulado dentro de microgeles de fibrina comprimidos (canal TRITC en la figura complementaria 18).La solución de dextrano marcada con FITC se mueve sin acumulación en el microgel.
Los datos que respaldan los resultados de este estudio están disponibles a través de los respectivos autores previa solicitud.Las imágenes SEM sin procesar de geles de fibrina, las imágenes TEM sin procesar de geles de fibrina antes y después de la inoculación y los datos de entrada principales para las Figuras 1 y 2, 2 y 3 se proporcionan en el archivo de datos sin procesar.Este artículo proporciona los datos originales.
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Hora de publicación: 23 de febrero de 2023