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La captura y almacenamiento de carbono es esencial para lograr los objetivos del Acuerdo de París.La fotosíntesis es la tecnología de la naturaleza para capturar carbono.Inspirándonos en los líquenes, desarrollamos un biocompuesto fotosintético de cianobacterias en 3D (es decir, que imita un liquen) utilizando un polímero de látex acrílico aplicado a una esponja de lufa.La tasa de absorción de CO2 por el biocompuesto fue de 1,57 ± 0,08 g CO2 g-1 de biomasa d-1.La tasa de absorción se basa en la biomasa seca al comienzo del experimento e incluye el CO2 utilizado para cultivar nueva biomasa, así como el CO2 contenido en compuestos de almacenamiento como los carbohidratos.Estas tasas de absorción fueron entre 14 y 20 veces superiores a las medidas de control de lodos y podrían ampliarse potencialmente para capturar 570 t CO2 t-1 de biomasa por año-1, equivalente a 5,5-8,17 × 106 hectáreas de uso de la tierra, eliminando entre 8 y 12 GtCO2. CO2 al año.Por el contrario, la bioenergía forestal con captura y almacenamiento de carbono es de 0,4 a 1,2 × 109 ha.El biocompuesto permaneció funcional durante 12 semanas sin nutrientes ni agua adicionales, tras lo cual se dio por finalizado el experimento.Dentro de la postura tecnológica multifacética de la humanidad para combatir el cambio climático, los biocompuestos de cianobacterias diseñados y optimizados tienen el potencial de un despliegue sostenible y escalable para aumentar la eliminación de CO2 y al mismo tiempo reducir las pérdidas de agua, nutrientes y uso de la tierra.
El cambio climático es una amenaza real para la biodiversidad global, la estabilidad de los ecosistemas y las personas.Para mitigar sus peores efectos, se necesitan programas de descarburación coordinados y a gran escala y, por supuesto, se requiere alguna forma de eliminación directa de gases de efecto invernadero de la atmósfera.A pesar de la descarbonización positiva de la generación eléctrica2,3, actualmente no existen soluciones tecnológicas económicamente sostenibles para reducir el dióxido de carbono (CO2)4 atmosférico, aunque la captura de gases de combustión está avanzando5.En lugar de soluciones de ingeniería escalables y prácticas, la gente debería recurrir a ingenieros naturales para la captura de carbono: organismos fotosintéticos (organismos fototróficos).La fotosíntesis es la tecnología de secuestro de carbono de la naturaleza, pero su capacidad para revertir el enriquecimiento de carbono antropogénico en escalas de tiempo significativas es cuestionable, las enzimas son ineficientes y su capacidad para desplegarse en escalas apropiadas es cuestionable.Una vía potencial para la fototrofia es la forestación, que corta árboles para obtener bioenergía con captura y almacenamiento de carbono (BECCS) como tecnología de emisiones negativas que puede ayudar a reducir las emisiones netas de CO21.Sin embargo, para alcanzar el objetivo de temperatura del Acuerdo de París de 1,5°C utilizando BECCS como método principal se requerirían de 0,4 a 1,2 × 109 ha, equivalente al 25-75% de la tierra cultivable actual a nivel mundial6.Además, la incertidumbre asociada a los efectos globales de la fertilización con CO2 pone en duda la posible eficiencia global de las plantaciones forestales7.Si queremos alcanzar los objetivos de temperatura establecidos por el Acuerdo de París, cada año deben eliminarse de la atmósfera 100 segundos de GtCO2 de gases de efecto invernadero (GGR).El Departamento de Investigación e Innovación del Reino Unido anunció recientemente financiación para cinco proyectos GGR8 que incluyen gestión de turberas, mejora de la erosión de las rocas, plantación de árboles, biocarbón y cultivos perennes para alimentar el proceso BECCS.Los costos de eliminar más de 130 MtCO2 de la atmósfera por año son de 10 a 100 dólares estadounidenses/tCO2, de 0,2 a 8,1 MtCO2 por año para la restauración de turberas, de 52 a 480 dólares estadounidenses/tCO2 y de 12 a 27 MtCO2 por año para la erosión de rocas. , 0,4-30 USD/año.tCO2, 3,6 MtCO2/año, 1% de aumento en el área forestal, 0,4-30 USD/tCO2, 6-41 MtCO2/año, biocarbón, 140-270 USD/tCO2, 20 –70 Mt CO2 por año para cultivos permanentes utilizando BECCS9.
Una combinación de estos enfoques podría alcanzar potencialmente el objetivo de 130 Mt de CO2 por año, pero los costos de la erosión de las rocas y BECCS son altos, y el biocarbón, aunque relativamente barato y no relacionado con el uso de la tierra, requiere materia prima para el proceso de producción de biocarbón.ofrece este desarrollo y número para implementar otras tecnologías GGR.
En lugar de buscar soluciones en la tierra, busque agua, especialmente fotótrofos unicelulares como microalgas y cianobacterias10.Las algas (incluidas las cianobacterias) capturan aproximadamente el 50% del dióxido de carbono mundial, aunque representan sólo el 1% de la biomasa mundial11.Las cianobacterias son los biogeoingenieros originales de la naturaleza y sientan las bases para el metabolismo respiratorio y la evolución de la vida multicelular a través de la fotosíntesis oxigénica12.La idea de utilizar cianobacterias para capturar carbono no es nueva, pero los métodos innovadores de colocación física abren nuevos horizontes para estos organismos antiguos.
Los estanques abiertos y los fotobiorreactores son activos predeterminados cuando se utilizan microalgas y cianobacterias con fines industriales.Estos sistemas de cultivo utilizan un cultivo en suspensión en el que las células flotan libremente en un medio de crecimiento14;sin embargo, los estanques y los fotobiorreactores tienen muchas desventajas, como una pobre transferencia de masa de CO2, un uso intensivo de la tierra y el agua, susceptibilidad a la bioincrustación y altos costos de construcción y operación15,16.Los biorreactores de biopelículas que no utilizan cultivos en suspensión son más económicos en términos de agua y espacio, pero corren el riesgo de sufrir daños por desecación, son propensos al desprendimiento de la biopelícula (y, por lo tanto, a la pérdida de biomasa activa) y son igualmente propensos a la bioincrustación17.
Se necesitan nuevos enfoques para aumentar la tasa de absorción de CO2 y abordar los problemas que limitan los reactores de lodos y biopelículas.Uno de esos enfoques son los biocompuestos fotosintéticos inspirados en líquenes.Los líquenes son un complejo de hongos y fotobiontes (microalgas y/o cianobacterias) que cubren aproximadamente el 12% de la superficie terrestre de la Tierra18.Los hongos brindan soporte físico, protección y anclaje al sustrato fotobiótico, que a su vez proporciona carbono a los hongos (como exceso de productos fotosintéticos).El biocompuesto propuesto es un "mimético de líquenes", en el que una población concentrada de cianobacterias se inmoviliza en forma de una fina capa biológica sobre un sustrato portador.Además de las células, el biorecubrimiento contiene una matriz polimérica que puede reemplazar al hongo.Se prefieren las emulsiones poliméricas o “látex” a base de agua porque son biocompatibles, duraderas, económicas, fáciles de manipular y disponibles comercialmente19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26.
La fijación de células con polímeros de látex está muy influenciada por la composición del látex y el proceso de formación de la película.La polimerización en emulsión es un proceso heterogéneo que se utiliza para producir caucho sintético, revestimientos adhesivos, selladores, aditivos para hormigón, revestimientos de papel y textiles, y pinturas de látex27.Tiene una serie de ventajas sobre otros métodos de polimerización, como una alta velocidad de reacción y eficiencia de conversión de monómeros, así como facilidad de control del producto27,28.La elección de los monómeros depende de las propiedades deseadas de la película polimérica resultante, y para sistemas de monómeros mixtos (es decir, copolimerizaciones), las propiedades del polímero se pueden cambiar seleccionando diferentes proporciones de monómeros que forman el material polimérico resultante.El acrilato de butilo y el estireno se encuentran entre los monómeros de látex acrílico más comunes y se utilizan en este caso.Además, los agentes coalescentes (por ejemplo, Texanol) se utilizan a menudo para promover la formación de películas uniformes donde pueden alterar las propiedades del látex polimérico para producir un recubrimiento fuerte y “continuo” (coalescente).En nuestro estudio inicial de prueba de concepto, se fabricó un biocompuesto 3D de gran superficie y alta porosidad utilizando una pintura de látex comercial aplicada a una esponja de lufa.Después de manipulaciones largas y continuas (ocho semanas), el biocompuesto mostró una capacidad limitada para retener cianobacterias en el soporte de esponja vegetal porque el crecimiento celular debilitó la integridad estructural del látex.En el estudio actual, nuestro objetivo era desarrollar una serie de polímeros de látex acrílico de química conocida para uso continuo en aplicaciones de captura de carbono sin sacrificar la degradación del polímero.Al hacerlo, hemos demostrado la capacidad de crear elementos de matriz polimérica similares a líquenes que proporcionan un rendimiento biológico mejorado y una elasticidad mecánica significativamente mayor en comparación con los biocompuestos probados.Una mayor optimización acelerará la adopción de biocompuestos para la captura de carbono, especialmente cuando se combinan con cianobacterias modificadas metabólicamente para mejorar el secuestro de CO2.
Se probaron nueve látex con tres formulaciones de polímeros (H = “duro”, N = “normal”, S = “blando”) y tres tipos de Texanol (0, 4, 12% v/v) para determinar su toxicidad y correlación de cepas.Adhesivo.de dos cianobacterias.El tipo de látex influyó significativamente en S. elongatus PCC 7942 (prueba de Shirer-Ray-Hare, látex: DF=2, H=23,157, P=<0,001) y CCAP 1479/1A (ANOVA de dos vías, látex: DF=2, F = 103,93, P = <0,001) (Fig. 1a).La concentración de texanol no afectó significativamente el crecimiento de S. elongatus PCC 7942, solo el N-látex no fue tóxico (Fig. 1a), y 0 N y 4 N mantuvieron un crecimiento del 26% y 35%, respectivamente (Mann- Whitney U, 0 N frente a 4 N: W = 13,50, P = 0,245; 0 N frente a control: W = 25,0, P = 0,061; 4 N frente a control: W = 25,0, P = 0,061) y 12 N mantuvieron un crecimiento comparable al control biológico (Universidad Mann-Whitney, 12 N vs. control: W = 17,0, P = 0,885).Para S. elongatus CCAP 1479/1A, tanto la mezcla de látex como la concentración de texanol fueron factores importantes, y se observó una interacción significativa entre los dos (ANOVA de dos vías, látex: DF=2, F=103,93, P=<0,001, Texanol : DF=2, F=5,96, P=0,01, Látex*Texanol: DF=4, F=3,41, P=0,03).0 N y todos los látex "suaves" promovieron el crecimiento (Fig. 1a).Hay una tendencia a mejorar el crecimiento al disminuir la composición de estireno.
Pruebas de toxicidad y adhesión de cianobacterias (Synechococcus elongatus PCC 7942 y CCAP 1479/1A) a formulaciones de látex, relación con la temperatura de transición vítrea (Tg) y matriz de decisión basada en datos de toxicidad y adhesión.(a) Las pruebas de toxicidad se realizaron utilizando parcelas separadas de porcentaje de crecimiento de cianobacterias normalizadas para controlar cultivos en suspensión.Los tratamientos marcados con * son significativamente diferentes de los controles.(b) Datos de crecimiento de cianobacterias versus látex Tg (media ± DE; n = 3).(c) El número acumulado de cianobacterias liberadas de la prueba de adhesión del biocompuesto.(d) Datos de adherencia versus Tg del látex (media ± StDev; n = 3).e Matriz de decisión basada en datos de toxicidad y adherencia.La proporción de estireno a acrilato de butilo es 1:3 para el látex “duro” (H), 1:1 para el látex “normal” (N) y 3:1 para el látex “blando” (S).Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.
En la mayoría de los casos, la viabilidad celular disminuyó al aumentar la concentración de texanol, pero no hubo correlación significativa para ninguna de las cepas (CCAP 1479/1A: DF = 25, r = -0,208, P = 0,299; PCC 7942: DF = 25, r = – 0,127, P = 0,527).En la fig.1b muestra la relación entre el crecimiento celular y la temperatura de transición vítrea (Tg).Existe una fuerte correlación negativa entre la concentración de texanol y los valores de Tg (H-látex: DF=7, r=-0,989, P=<0,001; N-látex: DF=7, r=-0,964, P=<0,001 ; S-látex: DF=7, r=-0.946, P=<0.001).Los datos mostraron que la Tg óptima para el crecimiento de S. elongatus PCC 7942 fue de alrededor de 17 °C (Figura 1b), mientras que S. elongatus CCAP 1479/1A favoreció la Tg por debajo de 0 °C (Figura 1b).Sólo S. elongatus CCAP 1479/1A tuvo una fuerte correlación negativa entre Tg y datos de toxicidad (DF=25, r=-0,857, P=<0,001).
Todos los látex tenían buena afinidad de adhesión y ninguno liberó más del 1% de las células después de 72 h (Fig. 1c).No hubo diferencias significativas entre los látex de las dos cepas de S. elongatus (PCC 7942: prueba de Scheirer-Ray-Hara, látex*Texanol, DF=4, H=0,903; P=0,924; CCAP 1479/1A: Scheirer- Prueba de rayos).– Test de liebre, látex*texanol, DF=4, H=3.277, P=0.513).A medida que aumenta la concentración de Texanol, se liberan más células (Figura 1c).en comparación con S. elongatus PCC 7942 (DF = 25, r = -0,660, P = <0,001) (Figura 1d).Además, no hubo relación estadística entre la Tg y la adhesión celular de las dos cepas (PCC 7942: DF=25, r=0,301, P=0,127; CCAP 1479/1A: DF=25, r=0,287, P=0,147).
Para ambas cepas, los polímeros de látex "duros" fueron ineficaces.Por el contrario, 4N y 12N obtuvieron mejores resultados contra S. elongatus PCC 7942, mientras que 4S y 12S obtuvieron mejores resultados contra CCAP 1479/1A (Fig. 1e), aunque claramente hay espacio para una mayor optimización de la matriz polimérica.Estos polímeros se han utilizado en pruebas de absorción neta de CO2 semicontinuas.
La fotofisiología se controló durante 7 días utilizando células suspendidas en una composición acuosa de látex.En general, tanto la tasa de fotosíntesis aparente (PS) como el rendimiento cuántico máximo de PSII (Fv/Fm) disminuyen con el tiempo, pero esta disminución es desigual y algunos conjuntos de datos de PS muestran una respuesta bifásica, lo que sugiere una respuesta parcial, aunque la recuperación en tiempo real actividad de PS más corta (Fig. 2a y 3b).La respuesta bifásica Fv/Fm fue menos pronunciada (Figuras 2b y 3b).
(a) Tasa de fotosíntesis aparente (PS) y (b) rendimiento cuántico máximo de PSII (Fv/Fm) de Synechococcus elongatus PCC 7942 en respuesta a formulaciones de látex en comparación con cultivos en suspensión de control.La proporción de estireno a acrilato de butilo es 1:3 para el látex “duro” (H), 1:1 para el látex “normal” (N) y 3:1 para el látex “blando” (S).Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.(media ± desviación estándar; n = 3).
(a) Tasa de fotosíntesis aparente (PS) y (b) rendimiento cuántico máximo de PSII (Fv/Fm) de Synechococcus elongatus CCAP 1479/1A en respuesta a formulaciones de látex en comparación con cultivos en suspensión de control.La proporción de estireno a acrilato de butilo es 1:3 para el látex “duro” (H), 1:1 para el látex “normal” (N) y 3:1 para el látex “blando” (S).Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.(media ± desviación estándar; n = 3).
Para S. elongatus PCC 7942, la composición del látex y la concentración de Texanol no afectaron el PS a lo largo del tiempo (GLM, Látex*Texanol*Tiempo, DF = 28, F = 1.49, P = 0.07), aunque la composición fue un factor importante (GLM)., látex*tiempo, DF = 14, F = 3,14, P = <0,001) (Fig. 2a).No hubo ningún efecto significativo de la concentración de Texanol a lo largo del tiempo (GLM, Texanol*tiempo, DF=14, F=1,63, P=0,078).Hubo una interacción significativa que afectó a Fv/Fm (GLM, Látex*Texanol*Tiempo, DF=28, F=4,54, P=<0,001).La interacción entre la formulación de látex y la concentración de Texanol tuvo un efecto significativo sobre Fv/Fm (GLM, Látex*Texanol, DF=4, F=180,42, P=<0,001).Cada parámetro también afecta a Fv/Fm a lo largo del tiempo (GLM, Látex*Tiempo, DF=14, F=9,91, P=<0,001 y Texanol*Tiempo, DF=14, F=10,71, P=< 0,001).El látex 12H mantuvo los valores promedio más bajos de PS y Fv/Fm (Fig. 2b), lo que indica que este polímero es más tóxico.
PS de S. elongatus CCAP 1479/1A fue significativamente diferente (GLM, látex * Texanol * tiempo, DF = 28, F = 2,75, P = <0,001), con la composición del látex en lugar de la concentración de Texanol (GLM, látex*tiempo, DF =14, F=6,38, P=<0,001, GLM, Texanol*tiempo, DF=14, F=1,26, P=0,239).Los polímeros “blandos” 0S y 4S mantuvieron niveles ligeramente más altos de rendimiento de PS que las suspensiones de control (Mann-Whitney U, 0S versus controles, W = 686,0, P = 0,044, 4S versus controles, W = 713, P = 0,01) y mantuvieron un Fv mejorado./Fm (Fig. 3a) muestra un transporte más eficiente al Fotosistema II.Para los valores de Fv/Fm de las células CCAP 1479/1A, hubo una diferencia significativa de látex a lo largo del tiempo (GLM, látex*Texanol*tiempo, DF=28, F=6,00, P=<0,001) (Figura 3b).).
En la fig.4 muestra el promedio de PS y Fv/Fm durante un período de 7 días como función del crecimiento celular para cada cepa.S. elongatus PCC 7942 no tenía un patrón claro (Fig. 4a y b), sin embargo, CCAP 1479/1A mostró una relación parabólica entre los valores de PS (Fig. 4c) y Fv/Fm (Fig. 4d) como las proporciones de estireno y acrilato de butilo aumentan con el cambio.
Relación entre crecimiento y fotofisiología de Synechococcus longum en preparaciones de látex.(a) Datos de toxicidad representados frente a la tasa fotosintética aparente (PS), (b) rendimiento cuántico máximo de PSII (Fv/Fm) de PCC 7942. c Datos de toxicidad representados frente a PS y d Fv/Fm CCAP 1479/1A.La proporción de estireno a acrilato de butilo es 1:3 para el látex “duro” (H), 1:1 para el látex “normal” (N) y 3:1 para el látex “blando” (S).Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.(media ± desviación estándar; n = 3).
El biocompuesto PCC 7942 tuvo un efecto limitado sobre la retención celular con una lixiviación celular significativa durante las primeras cuatro semanas (Figura 5).Después de la fase inicial de absorción de CO2, las células fijadas con látex 12 N comenzaron a liberar CO2 y este patrón persistió entre los días 4 y 14 (Fig. 5b).Estos datos son consistentes con observaciones de decoloración de pigmentos.La absorción neta de CO2 comenzó nuevamente a partir del día 18. A pesar de la liberación de células (Fig. 5a), el biocompuesto PCC 7942 12 N aún acumuló más CO2 que la suspensión de control durante 28 días, aunque ligeramente (prueba U de Mann-Whitney, W = 2275,5; P = 0,066).La tasa de absorción de CO2 por el látex 12 N y 4 N es de 0,51 ± 0,34 y 1,18 ± 0,29 g CO2 g-1 de biomasa d-1.Hubo una diferencia estadísticamente significativa entre los niveles de tratamiento y tiempo (prueba de Chairer-Ray-Hare, tratamiento: DF=2, H=70,62, P=<0,001 tiempo: DF=13, H=23,63, P=0,034), pero no lo fue.hubo una relación significativa entre el tratamiento y el tiempo (prueba de Chairer-Ray-Har, tiempo*tratamiento: DF=26, H=8,70, P=0,999).
Pruebas de absorción de CO2 de medio lote en biocompuestos de Synechococcus elongatus PCC 7942 utilizando látex 4N y 12N.(a) Las imágenes muestran la liberación de células y la decoloración del pigmento, así como imágenes SEM del biocompuesto antes y después de la prueba.Las líneas de puntos blancas indican los sitios de depósito celular en el biocompuesto.(b) Absorción neta acumulada de CO2 durante un período de cuatro semanas.El látex “normal” (N) tiene una proporción de estireno a acrilato de butilo de 1:1.Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.(media ± desviación estándar; n = 3).
La retención celular mejoró significativamente para la cepa CCAP 1479/1A con 4S y 12S, aunque el pigmento cambió lentamente de color con el tiempo (Fig. 6a).El biocompuesto CCAP 1479/1A absorbe CO2 durante 84 días completos (12 semanas) sin suplementos nutricionales adicionales.El análisis SEM (Fig. 6a) confirmó la observación visual del desprendimiento de células pequeñas.Inicialmente, las células estaban recubiertas por una capa de látex que mantenía su integridad a pesar del crecimiento celular.La tasa de absorción de CO2 fue significativamente mayor que la del grupo de control (prueba de Scheirer-Ray-Har, tratamiento: DF=2; H=240,59; P=<0,001, tiempo: DF=42; H=112; P=<0,001) ( Figura 6b).El biocompuesto 12S logró la mayor absorción de CO2 (1,57 ± 0,08 g CO2 g-1 biomasa por día), mientras que el látex 4S fue 1,13 ± 0,41 g CO2 g-1 biomasa por día, pero no difirieron significativamente (Mann-Whitney U .prueba, W = 1507,50; P = 0,07) y no hubo interacción significativa entre tratamiento y tiempo (prueba de Shirer-Rey-Hara, tiempo * tratamiento: DF = 82; H = 10,37; P = 1,000).
Prueba de absorción de CO2 de medio lote utilizando biocompuestos de Synechococcus elongatus CCAP 1479/1A con látex 4N y 12N.(a) Las imágenes muestran la liberación de células y la decoloración del pigmento, así como imágenes SEM del biocompuesto antes y después de la prueba.Las líneas de puntos blancas indican los sitios de depósito celular en el biocompuesto.(b) Absorción neta acumulada de CO2 durante el período de doce semanas.El látex “blando” (S) tiene una proporción de estireno a acrilato de butilo de 1:1.Los números anteriores en el código del látex corresponden al contenido de Texanol.(media ± desviación estándar; n = 3).
S. elongatus PCC 7942 (prueba de Shirer-Ray-Har, tiempo*tratamiento: DF=4, H=3,243, P=0,518) o biocompuesto S. elongatus CCAP 1479/1A (dos ANOVA, tiempo*tratamiento: DF=8 , F = 1,79, P = 0,119) (Fig. S4).El biocompuesto PCC 7942 tuvo el mayor contenido de carbohidratos en la semana 2 (4 N = 59,4 ± 22,5 % en peso, 12 N = 67,9 ± 3,3 % en peso), mientras que la suspensión de control tuvo el mayor contenido de carbohidratos en la semana 4 cuando (control = 59,6 ± 2,84 % p/p).El contenido total de carbohidratos del biocompuesto CCAP 1479/1A fue comparable a la suspensión de control excepto al inicio de la prueba, con algunos cambios en el látex 12S en la semana 4. Los valores más altos para el biocompuesto fueron 51,9 ± 9,6% en peso. para 4S y 77,1 ± 17,0% en peso para 12S.
Nos propusimos demostrar las posibilidades de diseño para mejorar la integridad estructural de los recubrimientos de polímeros de látex de película delgada como un componente importante del concepto de biocompuesto que imita los líquenes sin sacrificar la biocompatibilidad o el rendimiento.De hecho, si se superan los desafíos estructurales asociados con el crecimiento celular, esperamos mejoras significativas en el rendimiento con respecto a nuestros biocompuestos experimentales, que ya son comparables a otros sistemas de captura de carbono de cianobacterias y microalgas.
Los recubrimientos deben ser no tóxicos, duraderos, soportar la adhesión celular a largo plazo y deben ser porosos para promover una transferencia eficiente de masa de CO2 y la desgasificación de O2.Los polímeros acrílicos tipo látex son fáciles de preparar y se utilizan ampliamente en las industrias de pinturas, textiles y adhesivos30.Combinamos cianobacterias con una emulsión de polímero de látex acrílico a base de agua polimerizada con una proporción específica de partículas de estireno/acrilato de butilo y varias concentraciones de Texanol.Se eligieron estireno y acrilato de butilo para poder controlar las propiedades físicas, especialmente la elasticidad y la eficiencia de coalescencia del recubrimiento (críticas para un recubrimiento fuerte y altamente adhesivo), permitiendo la síntesis de agregados de partículas "duras" y "blandas".Los datos de toxicidad sugieren que el látex "duro" con un alto contenido de estireno no favorece la supervivencia de las cianobacterias.A diferencia del acrilato de butilo, el estireno se considera tóxico para las algas32,33.Las cepas de cianobacterias reaccionaron de manera muy diferente al látex, y la temperatura óptima de transición vítrea (Tg) se determinó para S. elongatus PCC 7942, mientras que S. elongatus CCAP 1479/1A mostró una relación lineal negativa con Tg.
La temperatura de secado afecta la capacidad de formar una película de látex uniforme y continua.Si la temperatura de secado está por debajo de la temperatura mínima de formación de película (MFFT), las partículas de látex polimérico no se fusionarán completamente, lo que dará como resultado una adhesión solo en la interfaz de las partículas.Las películas resultantes tienen mala adherencia y resistencia mecánica y pueden incluso estar en forma de polvo29.La MFFT está estrechamente relacionada con la Tg, que puede controlarse mediante la composición de monómeros y la adición de coalescentes como el Texanol.La Tg determina muchas de las propiedades físicas del recubrimiento resultante, que puede estar en un estado gomoso o vítreo34.Según la ecuación de Flory-Fox35, la Tg depende del tipo de monómero y de la composición porcentual relativa.La adición de coalescente puede reducir la MFFT mediante la supresión intermitente de la Tg de las partículas de látex, lo que permite la formación de películas a temperaturas más bajas, pero aún forma un recubrimiento duro y fuerte porque el coalescente se evapora lentamente con el tiempo o se ha extraído 36.
El aumento de la concentración de Texanol promueve la formación de película al suavizar las partículas de polímero (reduciendo la Tg) debido a la absorción por las partículas durante el secado, aumentando así la fuerza de la película cohesiva y la adhesión celular.Debido a que el biocompuesto se seca a temperatura ambiente (~18–20°C), la Tg (30 a 55°C) del látex “duro” es mayor que la temperatura de secado, lo que significa que la coalescencia de las partículas puede no ser óptima, lo que resulta en Las películas B que siguen siendo vítreas, las malas propiedades mecánicas y adhesivas, la elasticidad y difusividad limitadas30 conducen en última instancia a una mayor pérdida de células.La formación de películas a partir de polímeros "normales" y "blandos" se produce en o por debajo de la Tg de la película polimérica, y la formación de películas mejora mediante una coalescencia mejorada, lo que da como resultado películas poliméricas continuas con propiedades mecánicas, cohesivas y adhesivas mejoradas.La película resultante permanecerá gomosa durante los experimentos de captura de CO2 debido a que su Tg está cerca de la temperatura ambiente (mezcla "normal": 12 a 20 ºC) o mucho menor (mezcla "blanda": -21 a -13 °C) 30 .El látex “duro” (3,4 a 2,9 kgf mm–1) es tres veces más duro que el látex “normal” (1,0 a 0,9 kgf mm–1).La dureza de los látex "blandos" no se puede medir mediante la microdureza debido a su excesiva gomosidad y pegajosidad a temperatura ambiente.La carga superficial también puede afectar la afinidad de adhesión, pero se necesitan más datos para proporcionar información significativa.Sin embargo, todos los látex retuvieron eficazmente las células y liberaron menos del 1%.
La productividad de la fotosíntesis disminuye con el tiempo.La exposición al poliestireno provoca rotura de la membrana y estrés oxidativo38,39,40,41.Los valores Fv/Fm de S. elongatus CCAP 1479/1A expuesto a 0S y 4S fueron casi el doble en comparación con el control en suspensión, lo que concuerda bien con la tasa de absorción de CO2 del biocompuesto 4S, así como con valores medios de PS más bajos.valores.Los valores más altos de Fv/Fm indican que el transporte de electrones al PSII puede entregar más fotones42, lo que puede resultar en tasas de fijación de CO2 más altas.Sin embargo, cabe señalar que los datos fotofisiológicos se obtuvieron de células suspendidas en soluciones acuosas de látex y no necesariamente pueden ser directamente comparables con los biocompuestos maduros.
Si el látex crea una barrera a la luz y/o al intercambio de gases dando como resultado una restricción de luz y CO2, puede causar estrés celular y reducir el rendimiento, y si afecta la liberación de O2, la fotorrespiración39.Se evaluó la transmisión de luz de los recubrimientos curados: el látex “duro” mostró una ligera disminución en la transmisión de luz entre 440 y 480 nm (mejorado en parte al aumentar la concentración de Texanol debido a una mejor coalescencia de la película), mientras que los “blandos” y “regulares” El látex mostró una ligera disminución en la transmisión de luz.no muestra ninguna pérdida notable de pérdida.Los ensayos, así como todas las incubaciones, se realizaron con baja intensidad de luz (30,5 µmol m-2 s-1), por lo que cualquier radiación fotosintéticamente activa debida a la matriz polimérica será compensada e incluso puede ser útil para prevenir la fotoinhibición.a intensidades de luz dañinas.
El biocompuesto CCAP 1479/1A funcionó durante los 84 días de prueba, sin recambio de nutrientes ni pérdida significativa de biomasa, lo cual es un objetivo clave del estudio.La despigmentación celular puede estar asociada con un proceso de clorosis en respuesta a la falta de nitrógeno para lograr una supervivencia a largo plazo (estado de reposo), lo que puede ayudar a las células a reanudar el crecimiento después de que se haya logrado una acumulación suficiente de nitrógeno.Las imágenes SEM confirmaron que las células permanecían dentro del recubrimiento a pesar de la división celular, lo que demuestra la elasticidad del látex "suave" y muestra así una clara ventaja sobre la versión experimental.El látex “blando” contiene aproximadamente un 70% de acrilato de butilo (en peso), que es mucho más alto que la concentración indicada para un recubrimiento flexible después del secado44.
La absorción neta de CO2 fue significativamente mayor que la de la suspensión de control (14–20 y 3–8 veces mayor para S. elongatus CCAP 1479/1A y PCC 7942, respectivamente).Anteriormente, utilizamos un modelo de transferencia de masa de CO2 para mostrar que el principal impulsor de la alta absorción de CO2 es un gradiente pronunciado de concentración de CO2 en la superficie del biocompuesto31 y que el rendimiento del biocompuesto puede verse limitado por la resistencia a la transferencia de masa.Este problema se puede superar incorporando al látex ingredientes no tóxicos y que no formen película para aumentar la porosidad y la permeabilidad del recubrimiento26, pero la retención de células puede verse comprometida ya que esta estrategia inevitablemente dará como resultado una película más débil20.La composición química se puede cambiar durante la polimerización para aumentar la porosidad, lo cual es la mejor opción, especialmente en términos de producción industrial y escalabilidad45.
El rendimiento del nuevo biocompuesto en comparación con estudios recientes que utilizan biocompuestos de microalgas y cianobacterias mostró ventajas al ajustar la tasa de carga celular (Tabla 1)21,46 y con tiempos de análisis más largos (84 días versus 15 horas46 y 3 semanas21).
El contenido volumétrico de carbohidratos en las células se compara favorablemente con otros estudios47,48,49,50 que utilizan cianobacterias y se utiliza como criterio potencial para aplicaciones de captura y utilización/recuperación de carbono, como para los procesos de fermentación BECCS49,51 o para la producción de compuestos biodegradables. bioplásticos52 .Como parte de la justificación de este estudio, asumimos que la forestación, incluso considerada en el concepto de emisiones negativas de BECCS, no es una panacea para el cambio climático y consume una proporción alarmante de la tierra cultivable del mundo6.Como experimento mental, se estimó que sería necesario eliminar de la atmósfera entre 640 y 950 GtCO2 para 2100 para limitar el aumento de la temperatura global a 1,5°C53 (alrededor de 8 a 12 GtCO2 por año).Lograr esto con un biocompuesto de mejor rendimiento (574,08 ± 30,19 t CO2 t-1 de biomasa por año-1) requeriría una expansión del volumen de 5,5 × 1010 a 8,2 × 1010 m3 (con una eficiencia fotosintética comparable), que contenga de 196 a 2,92 mil millones de litros de polímero.Suponiendo que 1 m3 de biocompuestos ocupa 1 m2 de superficie terrestre, la superficie necesaria para absorber el CO2 total anual objetivo será de entre 5,5 y 8,17 millones de hectáreas, lo que equivale a un 0,18-0,27% de las tierras aptas para la vida de la zona. trópicos y reducir la superficie terrestre.necesidad de BECCS en un 98-99%.Cabe señalar que la tasa de captura teórica se basa en la absorción de CO2 registrada con poca luz.Tan pronto como el biocompuesto se expone a una luz natural más intensa, la tasa de absorción de CO2 aumenta, lo que reduce aún más las necesidades de terreno e inclina la balanza hacia el concepto de biocompuesto.Sin embargo, la implementación debe estar en el ecuador para que la intensidad y duración de la retroiluminación sean constantes.
El efecto global de la fertilización con CO2, es decir, el aumento en la productividad de la vegetación causado por una mayor disponibilidad de CO2, ha disminuido en la mayoría de las áreas terrestres, probablemente debido a cambios en los nutrientes clave del suelo (N y P) y los recursos hídricos7.Esto significa que la fotosíntesis terrestre puede no conducir a un aumento en la absorción de CO2, a pesar de las elevadas concentraciones de CO2 en el aire.En este contexto, las estrategias terrestres de mitigación del cambio climático como BECCS tienen incluso menos probabilidades de tener éxito.Si se confirma este fenómeno global, nuestro biocompuesto inspirado en líquenes podría ser un activo clave, transformando microbios fotosintéticos acuáticos unicelulares en "agentes terrestres".La mayoría de las plantas terrestres fijan CO2 a través de la fotosíntesis C3, mientras que las plantas C4 son más favorables a hábitats más cálidos y secos y son más eficientes a presiones parciales de CO254 más altas.Las cianobacterias ofrecen una alternativa que podría contrarrestar las alarmantes predicciones de una menor exposición al dióxido de carbono en las plantas C3.Las cianobacterias han superado las limitaciones fotorrespiratorias mediante el desarrollo de un mecanismo eficiente de enriquecimiento de carbono en el que la ribulosa-1,5-bifosfato carboxilasa/oxigenasa (RuBisCo) presenta y mantiene presiones parciales más altas de CO2 dentro de los carboxosomas circundantes.Si se logra aumentar la producción de biocompuestos de cianobacterias, esto podría convertirse en un arma importante para la humanidad en la lucha contra el cambio climático.
Los biocompuestos (imitadores de líquenes) ofrecen claras ventajas sobre los cultivos en suspensión de microalgas y cianobacterias convencionales, ya que proporcionan mayores tasas de absorción de CO2, minimizan los riesgos de contaminación y prometen una evitación competitiva de CO2.Los costos reducen significativamente el uso de tierra, agua y nutrientes56.Este estudio demuestra la viabilidad de desarrollar y fabricar un látex biocompatible de alto rendimiento que, cuando se combina con una esponja de lufa como sustrato candidato, puede proporcionar una absorción de CO2 eficiente y efectiva durante meses de cirugía y al mismo tiempo mantener la pérdida de células al mínimo.En teoría, los biocompuestos podrían capturar aproximadamente 570 t CO2 t-1 de biomasa por año y pueden resultar más importantes que las estrategias de forestación de BECCS en nuestra respuesta al cambio climático.Con una mayor optimización de la composición del polímero, pruebas con intensidades de luz más altas y combinadas con una elaborada ingeniería metabólica, los biogeoingenieros originales de la naturaleza pueden una vez más acudir al rescate.
Se prepararon polímeros de látex acrílico usando una mezcla de monómeros de estireno, acrilato de butilo y ácido acrílico, y el pH se ajustó a 7 con hidróxido de sodio 0,1 M (tabla 2).El estireno y el acrilato de butilo constituyen la mayor parte de las cadenas poliméricas, mientras que el ácido acrílico ayuda a mantener las partículas de látex en suspensión57.Las propiedades estructurales del látex están determinadas por la temperatura de transición vítrea (Tg), que se controla cambiando la proporción de estireno y acrilato de butilo, lo que proporciona propiedades “duras” y “blandas”, respectivamente58.Un polímero de látex acrílico típico es estireno:acrilato de butilo 50:50, por lo que en este estudio el látex con esta proporción se denominó látex "normal" y el látex con un mayor contenido de estireno se denominó látex con un menor contenido de estireno. .llamado “blando” como “duro”.
Se preparó una emulsión primaria usando agua destilada (174 g), bicarbonato de sodio (0,5 g) y tensioactivo Rhodapex Ab/20 (30,92 g) (Solvay) para estabilizar las 30 gotitas de monómero.Usando una jeringa de vidrio (Science Glass Engineering) con una bomba de jeringa, se añadió gota a gota una alícuota secundaria que contenía estireno, acrilato de butilo y ácido acrílico enumerados en la Tabla 2 a una velocidad de 100 ml h-1 a la emulsión primaria durante 4 horas (Cole -Palmer, Monte Vernon, Illinois).Preparar una solución de iniciador de polimerización 59 usando dHO y persulfato de amonio (100 ml, 3% p/p).
Agite la solución que contiene dHO (206 g), bicarbonato de sodio (1 g) y Rhodapex Ab/20 (4,42 g) usando un agitador de cabeza (Heidolph Hei-TORQUE valor 100) con una hélice de acero inoxidable y caliéntelo a 82 °C en un recipiente con camisa de agua en un baño de agua caliente VWR Scientific 1137P.Se añadió gota a gota una solución de peso reducido de monómero (28,21 g) e iniciador (20,60 g) al recipiente con camisa y se agitó durante 20 minutos.Mezcle vigorosamente las soluciones restantes de monómero (150 ml h-1) e iniciador (27 ml h-1) para mantener las partículas en suspensión hasta que se agreguen a la camisa de agua durante 5 h usando jeringas de 10 ml y 100 ml respectivamente en un recipiente. .completado con una bomba de jeringa.La velocidad del agitador aumentó debido al aumento en el volumen de la suspensión para asegurar la retención de la suspensión.Después de añadir el iniciador y la emulsión, la temperatura de reacción se elevó a 85°C, se agitó bien a 450 rpm durante 30 minutos y luego se enfrió a 65°C.Después de enfriar, se añadieron al látex dos soluciones de desplazamiento: hidroperóxido de terc-butilo (t-BHP) (70 % en agua) (5 g, 14 % en peso) y ácido isoascórbico (5 g, 10 % en peso)..Añadir t-BHP gota a gota y dejar actuar 20 minutos.Luego se añadió ácido eritórbico a una velocidad de 4 ml/h con una jeringa de 10 ml usando una bomba de jeringa.Luego se enfrió la solución de látex a temperatura ambiente y se ajustó a pH 7 con hidróxido de sodio 0,1 M.
Monoisobutirato de 2,2,4-trimetil-1,3-pentanodiol (Texanol) – coalescente biodegradable de baja toxicidad para pinturas de látex 37,60 – se añadió con una jeringa y una bomba en tres volúmenes (0, 4, 12% v/v) como agente coalescente para mezclas de látex para facilitar la formación de película durante el secado37.El porcentaje de sólidos del látex se determinó colocando 100 µl de cada polímero en tapas de papel de aluminio pesadas previamente y secando en una estufa a 100°C durante 24 horas.
Para la transmisión de luz, cada mezcla de látex se aplicó a un portaobjetos de microscopio usando un cubo de acero inoxidable calibrado para producir películas de 100 µm y se secó a 20°C durante 48 horas.La transmisión de luz (centrada en radiación fotosintéticamente activa, λ 400–700 nm) se midió en un espectrorradiómetro SpectriLight ILT950 con un sensor a una distancia de 35 cm de una lámpara fluorescente de 30 W (Sylvania Luxline Plus, n = 6), donde la luz La fuente fueron las cianobacterias y los organismos. Los materiales compuestos se conservan.Se utilizó la versión 3.5 del software SpectrILight III para registrar la iluminancia y la transmisión en el rango λ 400–700 nm61.Todas las muestras se colocaron encima del sensor y se utilizaron portaobjetos de vidrio sin recubrimiento como controles.
Se agregaron muestras de látex a una fuente para hornear de silicona y se dejaron secar durante 24 horas antes de probar su dureza.Coloque la muestra de látex seco sobre una tapa de acero bajo un microscopio x10.Después del enfoque, las muestras se evaluaron en un probador de microdureza Buehler Micromet II.La muestra se sometió a una fuerza de 100 a 200 gramos y el tiempo de carga se fijó en 7 segundos para crear una hendidura de diamante en la muestra.La impresión se analizó utilizando un objetivo de microscopio Bruker Alicona × 10 con un software de medición de forma adicional.Se utilizó la fórmula de dureza Vickers (Ecuación 1) para calcular la dureza de cada látex, donde HV es el número de Vickers, F es la fuerza aplicada y d es el promedio de las diagonales de sangría calculadas a partir de la altura y el ancho del látex.valor de sangría.El látex “blando” no se puede medir debido a la adhesión y el estiramiento durante la prueba de indentación.
Para determinar la temperatura de transición vítrea (Tg) de la composición de látex, se colocaron muestras de polímero en placas de gel de sílice, se secaron durante 24 horas, se pesaron hasta 0,005 gy se colocaron en placas de muestra.La placa se tapó y se colocó en un colorímetro de barrido diferencial (PerkinElmer DSC 8500, Intercooler II, software de análisis de datos Pyris)62.El método de flujo de calor se utiliza para colocar vasos de referencia y vasos de muestra en el mismo horno con una sonda de temperatura incorporada para medir la temperatura.Se utilizaron un total de dos rampas para crear una curva consistente.El método de muestra se elevó repetidamente de -20°C a 180°C a una velocidad de 20°C por minuto.Cada punto inicial y final se almacena durante 1 minuto para tener en cuenta el retraso de temperatura.
Para evaluar la capacidad del biocompuesto para absorber CO2, se prepararon y probaron muestras de la misma manera que en nuestro estudio anterior31.La toallita secada y esterilizada en autoclave se cortó en tiras de aproximadamente 1 x 1 x 5 cm y se pesó.Aplicar 600 l de los dos biorrevestimientos más eficaces de cada cepa de cianobacterias en un extremo de cada tira de esponja vegetal, cubriendo aproximadamente 1 × 1 × 3 cm, y secar en la oscuridad a 20 °C durante 24 horas.Debido a la estructura macroporosa de la esponja vegetal, parte de la fórmula se desperdició, por lo que la eficiencia de carga de las células no fue del 100 %.Para superar este problema, se determinó el peso de la preparación seca sobre la esponja vegetal y se normalizó con respecto a la preparación seca de referencia.De manera similar se prepararon controles abióticos que consistían en esponja vegetal, látex y medio nutritivo estéril.
Para realizar una prueba de absorción de CO2 de medio lote, coloque el biocompuesto (n = 3) en un tubo de vidrio de 50 ml de modo que un extremo del biocompuesto (sin el biorecubrimiento) esté en contacto con 5 ml de medio de crecimiento, permitiendo que el nutriente se ser transportado por acción capilar..La botella está cerrada con un corcho de caucho butílico de 20 mm de diámetro y enroscada con un tapón de aluminio plateado.Una vez sellado, inyecte 45 ml de CO2 al 5%/aire con una aguja estéril unida a una jeringa hermética.La densidad celular de la suspensión de control (n = 3) fue equivalente a la carga celular del biocompuesto en el medio nutritivo.Las pruebas se realizaron a 18 ± 2 °C con un fotoperiodo de 16:8 y un fotoperiodo de 30,5 µmol m-2 s-1.El espacio de cabeza se eliminó cada dos días con una jeringa hermética y se analizó con un medidor de CO2 con absorción infrarroja GEOTech G100 para determinar el porcentaje de CO2 absorbido.Agregue un volumen igual de mezcla de gas CO2.
El % CO2 Fix se calcula de la siguiente manera: % CO2 Fix = 5% (v/v) – escriba %CO2 (ecuación 2) donde P = presión, V = volumen, T = temperatura y R = constante del gas ideal.
Las tasas de absorción de CO2 informadas para suspensiones de control de cianobacterias y biocompuestos se normalizaron con respecto a controles no biológicos.La unidad funcional de g biomasa es la cantidad de biomasa seca inmovilizada en la toallita.Se determina pesando muestras de lufa antes y después de la fijación celular.Contabilización de la masa de carga celular (equivalente de biomasa) pesando individualmente las preparaciones antes y después del secado y calculando la densidad de la preparación celular (ecuación 3).Se supone que las preparaciones celulares son homogéneas durante la fijación.
Para el análisis estadístico se utilizaron Minitab 18 y Microsoft Excel con el complemento RealStatistics.La normalidad se probó mediante la prueba de Anderson-Darling y la igualdad de varianzas se probó mediante la prueba de Levene.Los datos que cumplían estos supuestos se analizaron mediante análisis de varianza bidireccional (ANOVA) con la prueba de Tukey como análisis post hoc.Los datos bidireccionales que no cumplieron con los supuestos de normalidad e igual varianza se analizaron utilizando la prueba de Shirer-Ray-Hara y luego la prueba U de Mann-Whitney para determinar la significancia entre los tratamientos.Se utilizaron modelos lineales mixtos generalizados (GLM) para datos no normales con tres factores, donde los datos se transformaron mediante la transformada de Johnson63.Se realizaron correlaciones de momentos de los productos Pearson para evaluar la relación entre la concentración de texanol, la temperatura de transición vítrea y los datos de adhesión y toxicidad del látex.
Hora de publicación: 05-ene-2023